B16F10-FLuc小鼠黑色素瘤细胞成瘤验证介绍

发布时间：2025-04-21 09:46:32 细胞资源库平台访问量：60

黑色素瘤是一种由黑色素细胞恶性转化形成的高度侵袭性皮肤肿瘤，其发病率逐年上升且易早期转移，晚期患者因耐药性和免疫逃逸机制导致生存率显著降低。构建黑色素瘤成瘤模型(如体外细胞系、基因工程小鼠模型、患者来源异种移植模型及类器官等)对揭示其发生发展的分子机制至关重要，这类模型可模拟肿瘤微环境异质性、转移特性和药物反应差异，为靶向治疗筛选、免疫疗法优化及耐药机制研究提供可控平台。其科学价值不仅在于加速抗肿瘤药物研发进程，更能通过个性化模型推动精准医疗，为临床转化提供理论依据和实验基础。

细胞简介

细胞名称：B16F10-FLuc-puro小鼠黑色素瘤(FLUC标记)

种属来源：小鼠

组织来源：皮肤

生长特性：贴壁生长

细胞形态：上皮细胞样混有梭形细胞

背景介绍：Luciferase B16F10细胞稳定表达萤火虫荧光素酶。该细胞株性状稳定，培养时不需要添加抗生素维持。可用作萤火虫荧光素酶活性检测中的阳性对照，也可用于活体动物成像实验。该细胞通过慢病毒转染的方式携带Luc基因。其亲本株是来源于小鼠皮肤黑色素瘤细胞B16的亚克隆株之一，从C57BL/6J 品系小鼠的皮肤黑色素瘤组织中分离而来。

puro药筛浓度：B16F10-FLuc-puro细胞puro药筛浓度为1.0ug/ml，培养过程中建议使用0.5ug/ml puro维持

培养须知：首次复苏或长期未用嘌呤霉素时，建议用含嘌呤霉素的培养基培养24-48小时以清除非抗性细胞。建议定期备份低代次细胞，并记录荧光素酶活性数据以确保实验一致性。如有特殊需求(如无血清培养)，需逐步驯化并验证基因稳定性。双标记(FLuc+Puro)确保长期基因稳定性，但需持续筛选压力。

B16F10-NLuc-puro细胞在小鼠体内成瘤案例(仅供参考)

细胞系	基因修饰	常用模型	成瘤潜伏期(天)	成瘤率	转移性	成像兼容性
B16F10-FLuc-puro	FLUC+puro抗性	肺转移、皮下荷瘤	5-7	>95%	高(肺转移>80%)	高(活体生物发光成像)
B16F10-Luc1	FLUC(无抗性筛选)	肺转移、皮下荷瘤	5-7	~90%	高(肺转移>70%)	中高(信号衰减较快)
A375-FLuc-Puro	FLUC+puro抗性	免疫缺陷鼠皮下荷瘤	14-21	~70%	低(需基因增强转移)	中(需免疫缺陷鼠)
A2058-Luc	FLUC(无抗性筛选)	免疫缺陷鼠转移模型	10-14	~80%	中(淋巴结转移)	中(背景噪音较高)

B16F10 小鼠成瘤模型特点总结

1. 成瘤时间：皮下接种后约5-7天可见明显肿瘤(接种量5×10⁵ cells/只)。

2. 成瘤率：接近100%(免疫健全小鼠)。

3. 转移倾向：高转移性(静脉注射后肺转移率>80%;皮下原位瘤自发转移率较低)。

4. 高转移亚系：筛选方法：通过反复体内传代筛选出高侵袭亚系，肺转移能力提升至60%。

5. 适用模型：肺转移模型、皮下荷瘤模型、原位黑色素瘤模型

6. 成像兼容性：表达FLuc的B16F10细胞可用于活体生物发光成像(BLI)监测肿瘤生长和转移

同类基因修饰黑色素瘤细胞系在小鼠体内成瘤情况(仅供参考)

产品货号	细胞系	成瘤率	物种来源	转移倾向	应用场景
IM-M002	B16F10	+++	小鼠(C57BL/6)	高(肺转移>80%)	活体成像监测、转移机制研究、免疫治疗评估
-	B16F1	+++	小鼠(C57BL/6)	低(肺转移<20%)	原位肿瘤模型、局部药物递送研究、肿瘤微环境分析
IM-H332	A375	++	人(皮肤原发)	低(需基因增强转移)	靶向治疗(BRAF/MEK抑制剂)、人源肿瘤异种移植(PDX模型)
IM-H440	A2058	++	人(淋巴结转移)	中(淋巴结倾向性转移)	淋巴结转移机制、化疗耐药性研究、临床前药物筛选(免疫缺陷鼠)
IM-H243	MeWo	+	人(皮肤转移)	中(自发肺/肝转移)	转移微环境模拟、EMT(上皮间质转化)研究、耐药性模型
IM-H463	SK-MEL-28	++	人(皮肤原发)	低(局部侵袭为主)	免疫检查点抑制剂测试、非BRAF突变型黑色素瘤

B16F10-NLuc-puro细胞成瘤影响因素及优化策略

类别	具体因素	影响说明
细胞因素	1. 细胞活力与状态(传代次数、冻存/复苏操作) 2. 荧光素酶表达稳定性 3. 支原体污染	低活力或荧光素酶表达衰减会导致成瘤失败;支原体污染抑制细胞增殖。
宿主因素	1. 小鼠品系(C57BL/6 vs. 免疫缺陷鼠) 2. 年龄与免疫状态 3. 饲养环境(温度、应激水平)	C57BL/6小鼠因免疫排斥可能抑制成瘤;老龄或免疫异常小鼠模型稳定性差。
操作因素	1. 接种部位(皮下、尾静脉、原位) 2. 接种细胞数量与体积 3. 是否使用基质胶(Matrigel)	皮下接种易操作但转移率低;尾静脉需高细胞活性;基质胶可增强局部成瘤率。
检测因素	1. 荧光素酶底物(D-荧光素)浓度与注射时间 2. 成像设备灵敏度 3. 麻醉剂对生物发光的影响	底物剂量不足或成像延迟导致信号弱;部分麻醉剂(如异氟烷)可能抑制荧光素酶活性。

优化方向	具体因素	影响说明
细胞处理	1. 严格质量控制：复苏后检测细胞活力(>90%)、荧光素酶活性及支原体污染。 2. 避免高传代(建议<15代)，定期验证荧光素酶表达(如活体成像或裂解液检测)。	高传代导致基因不稳定，荧光素酶表达可能丢失(Puromycin抗性需持续加压维持)。
宿主选择	1. 免疫缺陷小鼠(如NOD/SCID或NSG)用于高成瘤率研究。 2. C57BL/6小鼠需年轻(6-8周)、健康，接种前适应性饲养1周。	免疫缺陷鼠缺乏T/B细胞，减少对同源B16F10细胞的排斥反应。
接种优化	1. 皮下接种：细胞数1×10^6~5×10^6/只，混合50% Matrigel(4℃预冷操作)。 2. 尾静脉接种：细胞数2×10^5~1×10^6/只，悬浮于PBS(避免结团)	Matrigel提供基质支持，模拟微环境;尾静脉需单细胞悬液防止肺栓塞。
成像检测	1. 底物注射：D-荧光素150 mg/kg(腹腔注射)，10-15分钟后成像。 2. 使用低抑制性麻醉剂(如异氟烷)，避免苯巴比妥类。3. 校准设备参数(曝光时间、分辨率)。	D-荧光素代谢快，需控制时间窗;异氟烷对荧光素酶活性影响较小(文献支持)。
实验设计	1. 设置空白对照组(未标记细胞)排除背景信号。 2. 分批接种避免操作误差，每组≥5只小鼠。 3. 长期实验时定期传代验证细胞特性。	减少个体差异;确保模型可重复性。

常见问题与解决方案

问题	原因	解决方案
成瘤率低(<50%)	细胞活性不足、免疫排斥、接种细胞数过低	提高细胞数至5×10^6/只，使用免疫缺陷鼠，或联合免疫抑制剂(如抗CD4抗体)
荧光信号衰减	荧光素酶基因沉默、底物失效、成像参数错误	Puromycin加压维持表达，更换底物批次，重新优化成像条件
转移模型不显著	尾静脉接种细胞结团、小鼠品系抗转移性强	过滤细胞悬液(40 μm滤网)，改用高转移性亚系(如B16F10-Luc2-Bioware)

B16F10-NLuc-puro细胞成瘤实验设实例

研究目的	实验设计
评估免疫疗法疗效	将B16F10接种于C57BL/6小鼠，分组给予PD-1抗体或对照，监测肿瘤体积及生存期
研究肺转移机制	尾静脉注射B16F10细胞，通过活体成像定量肺转移灶，分析转移相关基因表达谱。
测试靶向药物耐药性	构建B16F10耐药株，联合PI3K抑制剂处理，评估凋亡率及信号通路变化。